导图社区 肌肉损伤模型
小鼠肌肉损伤模型是生物医学研究中常用的实验模型，用于模拟和研究人类肌肉损伤及其修复过程。以下是小鼠肌肉损伤模型的几种常见类型及其特点。
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肌肉损伤模型
绷带
动物
10周龄以上的C57BL/6小鼠,雄性，体重20-22g左右
模型构建
绷带固定法 1. 剪裁手术胶带为7×80mm，尼龙搭扣胶带为13×150mm。 2. 固定小鼠左后肢膝关节伸展和踝关节足底屈曲的位置 3. 将手术胶带包裹在脚部以防止尼龙搭扣被拉出（图1B，上排）。 4. 沿着后肢从足部远端开始缠绕尼龙搭扣并检查尼龙搭扣的松紧度 5.前足部分应暴露在外以便观察不良反应（图1B，中排）。 7. 最后，用氰基丙烯酸酯（AronAlpha®；东京，日本）立即将胶水涂抹在尼龙贴扣的两部分上，以加强附着力 8. 尼龙搭扣固定完成后鼠子的外观（图1B，下排）放到笼子里饲养观察两周
药品与试剂
氰基丙烯酸酯（AronAlpha®；东京，日本）
仪器与设备
电子秤（Meilen公司，型号：MTB600D）； 手术剪刀；镊子 1.5 mL离心管（Sarstedt，批号：72706） 冻存管 玻璃载玻片（Vetrotecnica, 批号： 01.4230.34) 液氮 冷冻台（Leica，型号：CM1850）
样本收集
1）终点时对小鼠胫骨前肌肉（TA）股四头肌（GC ）比目鱼肌（SOL）称重 2）小鼠采血并离心血清
收集数据
1）肌肉纤维数据测量 2）小鼠胫骨前肌肉（TA）股四头肌（GC ）比目鱼肌（SOL）的免疫分析数据
CTX
C57BL/N，8w 雄性
仪器
造模方式
体内
1.准备无菌条件下的CTX标准溶液，将1mg的CTX粉末（分子量：6.8g/mol）溶解于294μL（3.4mg/mL）无菌0.9%NaCl溶液中，得到浓度为500μM的CTX溶液。 2. 将CTX标准溶液分装与1.5mlEP管内，每份含10μl,保存于-20℃。 3. 对于肌肉注射，需将标准溶液在无菌0.9%NaCl溶液中稀释，以获得总体积为50μL，浓度为10μM的CTX溶液，使用时前将溶液混匀并放在冰上直到使用。 4.用30G的胰岛素注射器抽取50μLCTX溶液（10μM CTX），麻醉小鼠，将小鼠左腿的毛剃掉并用胶带固定住小鼠左腿，小鼠放在麻醉孔中如图1。 5.用酒精擦拭需要注射的位置，注射位置为小鼠左腿胫骨前肌，如图2，慢推液体，避免插到血管中 6.注射完成后将小鼠放到鼠笼并在笼牌上做好标记 7.在D3 D7 D14分批次将小鼠终点并收集小鼠胫骨前肌,如图3
体外
组织样本处理
1.填充杜瓦瓶液体氮气，准备好冷冻肌肉所需的所有材料（异戊烷、塑料勺、标准镊子和冷冻管）,对解剖工具和工作区域喷洒70%乙醇。 2.倒入异戊烷到Becher中（图4A），并将其放置在充满氮气的杜瓦瓶表面以冷却（为了避免固体化的风险，Becher放置在液态氮的表面）（图4B）。 3.将冷冻管放入工作区域，并使用异戊烷冷却并开始进行肌肉组织的冷冻切片。 4.将分离的胫骨前肌肉置于塑料勺中，然后将它放入盛有冷戊烷的BECHER中，直到肌肉完全冻结（大约需要30秒）直到肌肉完全冻结并放入冻存管中放在-80°C，直到使用。如图4
病理切片及HE染色
1.切分肌肉时要横向切割并使用OCT在腱部位嵌入一半组织块到冷冻切片机托架上。 2. 在切割切片前让组织块与冷冻切片机温度（-20°C）达到平衡。 3. 使用冷冻切片机切割6μm肌肉切片，并让它们粘附在带正电荷的显微镜玻璃载片上。 4. 在室温下干燥载片，直到切片牢固地粘附在载片上。 5. 根据制造商（Bio-Optica）的说明进行H&E染色（图5）。
骨前肌组织重量收集
HE染色结果
肌肉减少综合症（肌少症）
小鼠
大鼠
活体
仪器检测
生物电阻抗测量（BIA）
核磁共振技术（MRI）
计算机X线体层摄影（CT）
双能X线吸收测量（DXA）
常用的仪器检测
抓力仪
转棒式疲劳旋转仪
评定方式
肌少症主要表现为肌肉力量降低，骨骼肌质量下降、骨骼肌功能减弱为主要临床特征。这也是建立肌少症动物模型的依据。
小鼠肌力评测方法
常用造模方式
试剂注射法
地塞米松注射法
DXM属于糖皮质激素，具有抗炎、抗过敏和抗休克的功效，但长期注射会有体重增加、肌肉萎缩、脂肪向心性堆积等副作用［8］。
采用6～7月龄C57BL/6小鼠，进行6周皮下注射DXM，注射剂量为5mg/kg体重，发现小鼠肌肉质量和功能均显著降低，认为造模成功。同时，在王月兵等［10］人的研究中也出现类似的结果，此项实验中分别对8～10周龄小鼠和6～7月龄小鼠使用DXM 试剂注射干预19d，注射剂量为5mg/kg体重。结果发现8～10周龄实验组小鼠与对照组相比，肌肉质量降低了14.33%(P＜0.01);6～7月龄实验组小鼠与对照组相比，肌肉质量降低了6.06%(P＜0.05)。但需要注意的是6～7月龄小鼠脂肪的增加高于8～10周龄小鼠，因此认为在此实验条件下6～7月龄小鼠相较于8～10周龄小鼠更适合作为长期研究肌肉衰减综合征模型。
采用22月龄的雌性Wistar大鼠，进行10d的皮下注射DXM，注射剂量为0.50μg/g，造成大鼠体重和瘦体重均明显下降，同时后肢抓力也下降了25%(P＜0.01)，认为造模成功。
肉毒素A注射法
肉毒毒素A(botulinumtoxin，BTX)是一种高分子蛋白毒素，能抑制运动神经元乙酰胆碱释放到神经肌肉连接处的突触间隙，使肌肉麻痹，从而导致肌肉的快速丢失［12］，也被应用于建立肌少症模型。
Brent等［13］的研究中，对成年雌性Wistar大鼠(12～14周龄)进行BTX注射6周(2IU)，能显著造成肌肉质量和肌肉横截面积降低，成功建立肌少症动物模型。但需要注意的是，BTX在造成肌肉流失的同时，往往伴随骨质流失，这与单独的老年人肌少症有一定的差异，所以针对此方法的可行性还需进一步研究探讨。一般非必要不采用
后肢悬吊法
通常采用动物后肢悬吊装置(见图1)模拟微重力条件造成废用性肌肉模型［15］。Morey等［16］采用后肢悬吊装置对大鼠进行HLS一定时间，大鼠的肌肉会出现废用性萎缩，肌肉质量和肌肉力量均会降低。同时，荆小马等［17］对老龄小鼠(26月龄)进行HLS2周后，导致小鼠腓肠肌质量显著降低，证实HLS会诱发小鼠肌肉的萎缩。在康复医疗和航天医学领域的研究中可能会使用此方式建模，建模小鼠肌肉衰减所表现出的特征与老年人不相符。
关节位置固定法
关节位置固定法主要造成被固定的肌肉失去收缩舒张等活动，从而引起肌肉萎缩(图2)，此方法常被用作模拟骨折后的石膏、绷带或螺旋线进行包裹固定，从而限制大鼠的关节活动，在限制大鼠关节活动一段时间后，可能会造成大鼠肌肉的废用性萎缩，导致大鼠肌肉质量和肌肉力量的降低，从而建立大鼠肌少症模型。局限性也在于运用此方法建模，其肌肉衰减所表现出的症状与老年人不相符。 局限性：不仅如此，目前关于使用关节位置固定法进行大鼠肌少症建模的研究仍较少，其固定方式和固定干预时间仍需进一步研究探讨。
子主题
直接选材法
直接选取6月龄的大鼠并进行高脂饮食饲养，在第16月时通过检测发现雄性大鼠的肌肉横截面积减少，认为造模成功。不过需要注意的是，在此实验中雌性大鼠的肌肉量并没有明显减少。局限性：经济成本与时间成本较高
加速衰老模型
SAMP6小鼠
研究显示，SAMP6［21］和SAMP8［22］是建立小鼠骨骼肌衰老的理想模型。Derave等［23］研究发现相比于SAMＲ1抗衰老模型小鼠，加速衰老的SAMP6和SAMP8两种小鼠均随着年龄增长出现肌肉力量、肌纤维尺寸以及肌肉磷酸肌酸水平的下降。与此同时，SAMP8小鼠相较于SAMP6小鼠其肌肉量和肌肉力量下降速度更快，开始出现下降的时间也更早。根据这些发现进行推断，使用SAMP8小鼠可能是建立肌少症的理想模型。
SAMP8小鼠
最为理想的模型
POLG小鼠
POLG对线粒体DNA的复制和修复起到十分重要的作用，POLG缺失将导致线粒体功能的紊乱［24］。这种加速衰老模型的小鼠在6 月龄后即表现出肌肉流失，可能也是小鼠肌少症建模的一种理想选材。
转基因小鼠
MKＲ 小鼠是一种骨骼肌中IGF-1受体表达转变的转基因小鼠，IGF-1受体的缺失可能会影响小鼠的肌肉发育生长［25］。
Akt1/Akt2双敲除的小鼠也表现出严重的生长缺陷及骨骼肌萎缩，与IGF-1受体缺失小鼠类似［27］。
二者小鼠之间的区别:这两种类型的小鼠都表现出肌肉萎缩，但Akt双敲除的小鼠主要表现为肌细胞尺寸减少，而IGF-1缺失的小鼠则表现为肌细胞数量的减少。
雌性大鼠去除卵巢建模法
雌激素在骨质疏松中起着重要的调节作用，雌激素缺乏将引起骨质疏松症［28］。而当骨质疏松(osteoporosis)发生后，骨骼肌的代谢水平也会随之发生变化，并出现肌肉质量和功能的减退［29］。这一特征与肌少症的症状高度相似，运用雌激素的这一机制，可以尝试通过大鼠卵巢去除手术(ovariectomy，OVX)进行肌少症建模。 优势：运用雌性大鼠去除卵巢的方式建模其特征与老年人肌少症的症状高度相似。 局限性：实验过程繁琐以及对手术技术要求较高。
肌少症建模方法及特点
