Western Blot

Western Blot，即蛋白质印迹法（免疫印迹试验），是分子生物学、生物化学和免疫遗传学中常用的一种实验方法。Western Blot的基本原理是通过特异性抗体对凝胶电泳处理过的细胞或生物组织样品进行着色，通过分析着色的位置和着色深度获得特定蛋白质在所分析的细胞或组织中表达情况的信息。它采用的是聚丙烯酰胺凝胶电泳（PAGE），被检测物是蛋白质，“探针”是抗体，“显色”用标记的二抗。参考：丁香网、SCI网（公众号）。

Western Blot

• 原理
  • 采用聚丙烯酰胺凝胶电泳分离蛋白质样品，转移到固相载体上，固相载体以非共价键形式吸附蛋白质，且能保持电泳分离的多肽类型及其生物学活性不变。以固相载体上的蛋白质或多肽作为抗原，与对应的抗体起免疫反应，再与酶或同位素标记的第二抗体起反应，经过底物显色或放射自显影以检测电泳分离的特异性目的基因表达的蛋白成分。
• 应用
  • 从蛋白质混合物中检出目标蛋白质
  • 定量或定性确定细胞或组织中蛋白质的表达情况
  • 用于蛋白质-蛋白质、蛋白质-DNA、蛋白质-RNA相互作用后续分析
• 步骤
  • 提取蛋白质
    • 单层贴壁细胞总蛋白的提取
      • ①倒掉培养液，并将瓶倒扣在吸水纸上使吸水纸吸干培养液（或将瓶直立放置一会儿使残余培养液流到瓶底然后再用移液器将其吸走）。
      • ②每瓶细胞加3ml 4℃预冷的PBS（0.01 M pH7.2～7.3）。平放轻轻摇动1 min 洗涤细胞，然后弃去洗液。重复以上操作两次，共洗细胞三次以洗去培养液。将PBS弃净后把培养瓶置于冰上。
      • ③按1ml裂解液加10 μl PMSF（100 mM），摇匀置于冰上。（PMSF要摇匀至无结晶时才可与裂解液混合。）
      • ④每瓶细胞加400 μl含PMSF的裂解液，于冰上裂解30 min，为使细胞充分裂解培养瓶要经常来回摇动。
      • ⑤裂解完后，用干净的刮棒将细胞刮于培养瓶的一侧（动作要快），然后用枪将细胞碎片和裂解液移至1.5 ml 离心管中。（整个操作尽量在冰上进行。）
      • ⑥于4℃下12000 rpm离心5 min 。（提前开离心机预冷）
      • ⑦将离心后的上清分装转移倒0.5 min 的离心管中放于-20℃保存。
    • 组织中总蛋白的提取
      • ①将少量组织块置于1～2 ml 匀浆器中球状部位，用干净的剪刀将组织块尽量剪碎。
      • ②加400微升单去污剂裂解液裂（含PMSF）于匀浆器中，进行匀浆。然后置于冰上。
      • ③几分钟后再碾一会儿再置于冰上，要重复碾几次使组织尽量碾碎。
      • ④裂解30 min后，即可用移液器将裂解液移至1.5 ml 离心管中，然后在4℃下12000 rpm 离心5 min ，取上清分装于0.5 ml 离心管中并置于-20℃保存。
    • 加药物处理的贴壁细胞总蛋白的提取
      • 由于受药物的影响，一些细胞脱落下来，所以除提取贴壁细胞外还应收集培养液中的细胞。
      • ①将培养液倒至1.5 ml 离心管中，于2500 rpm 离心5 min。
      • ②弃上清，加入4 ml PBS并用枪轻轻吹打洗涤，然后2500 rpm 离心5 min 。弃上清后用PBS重复洗涤一次。
      • ③用枪洗干上清后，加100 μl 裂解液（含PMSF）冰上裂解30 min，裂解过程中要经常弹一弹以使细胞充分裂解。
      • ④将裂解液与培养瓶中裂解液混在一起4℃、12000 rpm 离心5 min，取上清分装于0.5 ml 离心管中并置于-20℃保存。
  • 蛋白质含量的测定
    • 制作标准曲线
      • ①从-20℃取出1 mg/ml BSA，室温融化后，备用。
      • ②取18个1.5 ml 离心管，3个一组，分别标记为 0 μg，2.5 μg，5.0 μg ，10.0 μg ，20.0 μg ，40.0μg。
      • ③按下表在各管中加入各种试剂。
        • 0 μg 2.5 μg 5.0 μg 10.0 μg 20.0 μg 40.0 μg 1mg/ml BSA —— 2.5 μl 5.0 μl 10.0 μl 20.0 μl 40.0 μl 0.15mol/L NaCl 100 μl 97.5 μl 95.0 μl 90.0 μl 80.0 μl 60.0 μl G250考马斯亮蓝溶液 1 ml 1 ml 1 ml 1 ml 1 ml 1 ml
      • ④混匀后，室温放置2 min 。在生物分光光度计（Bio－Photometer，Eppentoff）上比色分析。
    • 检测样品蛋白质含量
      • ①取足量的1.5 ml 离心管，每管加入4℃储存的考马斯亮蓝溶液1 ml 。室温放置30 min后即可用于测蛋白。
      • ②取一管考马斯亮蓝加0.15 mol/L NaCl溶液100 μl，混匀放置2分钟可做为空白样品，将空白倒入比色杯中在做好标准曲线的程序下按blank测空白样品。
      • ③弃空白样品，用无水乙醇清洗比色杯2次（每次0.5 ml），再用无菌水洗一次。
      • ④取一管考马斯亮蓝加95 μl 0.15 mol/L NaCl NaCl溶液和5 μl待测蛋白样品，混匀后静置2 min，倒入扣干的比色杯中按sample键测样品。
      • 注意：每测一个样品都要将比色杯用无水乙醇洗2次，无菌水洗一次。可同时混合好多个样品再一起测，这样对测定大量的蛋白样品可节省很多时间。测得的结果是5 μl样品含的蛋白量。
  • SDS-PAGE电泳
    • 清洗玻璃板
      • 一只手扣紧玻璃板，另一只手蘸点洗衣粉轻轻擦洗。两面都擦洗过后用自来水冲，再用蒸馏水冲洗干净后立在筐里晾干。
    • 灌胶与上样
      • ①玻璃板对齐后放入夹中卡紧。然后垂直卡在架子上准备灌胶。（操作时要使两玻璃对齐，以免漏胶。）
      • ②配10%分离胶，加入TEMED后立即摇匀即可灌胶。灌胶时，可用10 ml 枪吸取5 ml 胶沿玻璃放出，待胶面升到绿带中间线高度时即可。然后胶上加一层水，液封后的胶凝的更快。（灌胶时开始可快一些，胶面快到所需高度时要放慢速度。操作时胶一定要沿玻璃板流下，这样胶中才不会有气泡。加水液封时要很慢，否则胶会被冲变型。）
      • ③当水和胶之间有一条折射线时，说明胶已凝了。再等3 min 使胶充分凝固就可倒去胶上层水并用吸水纸将水吸干。
      • ④按前面方法配4%的浓缩胶,加入TEMED后立即摇匀即可灌胶。将剩余空间灌满浓缩胶然后将梳子插入浓缩胶中。灌胶时也要使胶沿玻璃板流下以免胶中有气泡产生。插梳子时要使梳子保持水平。由于胶凝固时体积会收缩减小，从而使加样孔的上样体积减小，所以在浓缩胶凝固的过程中要经常在两边补胶。待到浓缩胶凝固后，两手分别捏住梳子的两边竖直向上轻轻将其拔出。
      • ⑤用水冲洗一下浓缩胶，将其放入电泳槽中。（小玻璃板面向内，大玻璃板面向外。若只跑一块胶，那槽另一边要垫一块塑料板且有字的一面面向外。）
      • ⑥测完蛋白含量后，计算含50 μg蛋白的溶液体积即为上样量。取出上样样品至0.5 ml 离心管中，加入5×SDS 上样缓冲液至终浓度为1×。（上样总体积一般不超过15 μl，加样孔的最大限度可加20 μl样品。）上样前要将样品于沸水中煮5 min使蛋白变性。
      • ⑦加足够的电泳液后开始准备上样。（电泳液至少要漫过内测的小玻璃板。）用微量进样器贴壁吸取样品，将样品吸出不要吸进气泡。将加样器针头插至加样孔中缓慢加入样品。（加样太快可使样品冲出加样孔，若有气泡也可能使样品溢出。加入下一个样品时，进样器需在外槽电泳缓冲液中洗涤3次，以免交叉污染。
    • 电泳
      • 电泳时间一般4～5 h，电压为40 V较好，也可用60 V。电泳至溴酚兰刚跑出即可终止电泳，进行转膜。
  • 转膜
    • 1）
    • 转一张膜需准备6张7.0～8.3 cm的滤纸和1张7.3～8.6 cm的硝酸纤维素膜。切滤纸和膜时一定要戴手套，因为手上的蛋白会污染膜。将切好的硝酸纤维素膜置于水上浸2 h才可使用。（用镊子捏住膜的一边轻轻置于有超纯水的平皿里，要使膜浮于水上，只有下层才与水接触。这样由于毛细管作用可使整个膜浸湿。若膜沉入水里，膜与水之间形成一层空气膜，这样会阻止膜吸水。
    • （2）
    • 在加有转移液的搪瓷盘里放入转膜用的夹子、两块海绵垫、一支玻棒、滤纸和浸过的膜。
    • （3）
    • 将夹子打开使黑的一面保持水平。在上面垫一张海绵垫，用玻棒来回擀几遍以擀走里面的气泡。（一手擀另一手要压住垫子使其不能随便移动。）在垫子上垫三层滤纸（可三张纸先叠在一起在垫于垫子上），一手固定滤纸一手用玻棒擀去其中的气泡。
    • （4）
    • 要先将玻璃板撬掉才可剥胶，撬的时候动作要轻，要在两个边上轻轻的反复撬。撬一会儿玻璃板便开始松动，直到撬去玻板。（撬时一定要小心，玻板很易裂。）除去小玻璃板后，将浓缩胶轻轻刮去（浓缩胶影响操作），要避免把分离胶刮破。小心剥下分离胶盖于滤纸上，用手调整使其与滤纸对齐，轻轻用玻棒擀去气泡。将膜盖于胶上，要盖满整个胶（膜盖下后不可再移动）并除气泡。在膜上盖3张滤纸并除去气泡。最后盖上另一个海绵垫，擀几下就可合起夹子。整个操作在转移液中进行，要不断的擀去气泡。膜两边的滤纸不能相互接触，接触后会发生短路。（转移液含甲醇，操作时要戴手套，实验室要开门以使空气流通。）
    • （5）
    • 将夹子放入转移槽槽中，要使夹的黑面对槽的黑面，夹的白面对槽的红面。电转移时会产热，在槽的一边放一块冰来降温。一般用60 V转移2 h或40 V转移3 h。
    • （6）
    • 转完后将膜用1×丽春红染液染5 min（于脱色摇床上摇）。然后用水冲洗掉没染上的染液就可看到膜上的蛋白。 将膜晾干备用。
  • 免疫反应
    • （1）
    • 将膜用TBS从下向上浸湿后，移至含有封闭液的平皿中，室温下脱色摇床上摇动封闭1h。
    • （2）
    • 将一抗用TBST稀释至适当浓度（在1.5 ml 离心管中）；撕下适当大小的一块儿保鲜膜铺于实验台面上，四角用水浸湿以使保鲜膜保持平整；将抗体溶液加到保鲜膜上；从封闭液中取出膜，用滤纸吸去残留液后，将膜蛋白面朝下放于抗体液面上，掀动膜四角以赶出残留气泡；室温下孵育1～2 h，或4℃摇床过夜后，用TBST在室温下脱色摇床上洗两次，每次10 min；再用TBS洗一次，10 min。
    • （3）
    • 同上方法准备二抗稀释液并与膜接触，室温下孵育1～2 h后，用TBST在室温下脱色摇床上洗两次，每次10 min；再用TBS洗一次，10 min，进行化学发光反应。
  • 化学发光、显影、定影
    • 配制ECL发光液，将膜浸泡在其中1-2分钟
    • 取出膜，吸去多余的发光液，放入化学发光成像仪中曝光成像
  • 凝胶图象分析
• 常见问题及处理方法
  • 1. 无信号或信号弱：
  • 可能原因是蛋白量不足、抗体效价低等。处理方法包括增加蛋白上样量、更换高活性抗体。
  • 2. 高背景：
  • 封闭不充分、洗膜不彻底等。可延长封闭时间、增加洗膜次数和时间。
  • 3. 条带弥散：
  • 电泳条件不合适、蛋白降解。优化电泳条件，保证蛋白新鲜。
  • 4. 非特异性条带：
  • 抗体特异性差、蛋白样品不纯。更换高特异性抗体，提高蛋白纯度。
• 提高实验特异性方法
  • 1.优化抗体选择 ：选择特异性高、亲和力强的抗体。可通过查阅文献、参考其他实验室的经验或者进行预实验来筛选合适的抗体。
  • 2. 保证蛋白样品质量：提取蛋白时，严格操作以减少蛋白降解和杂质污染。确保蛋白的完整性和纯度。
  • 3.充分封闭 ：选择合适的封闭剂（如 5%脱脂奶粉或 BSA），并保证足够的封闭时间，以有效封闭膜上的非特异性结合位点。
  • 4.优化抗体孵育条件 ：控制抗体的浓度、孵育时间和温度，避免过高浓度或过长时间的孵育导致非特异性结合增加。
  • 5.严格洗膜 ：增加洗膜的次数和时间，使用适当的洗涤缓冲液，充分去除未结合的抗体和杂质。
  • 6.设立对照 ：设置阳性对照和阴性对照，有助于判断实验结果的特异性。
  • 7. 优化电泳和转膜条件：确保蛋白在电泳过程中分离良好，转膜效率高且均匀，避免蛋白条带的扩散和重叠。
  • 8.避免交叉污染 ：在实验过程中，注意使用清洁的器具和试剂，防止交叉污染影响实验特异性。